Etude de la stabilité de la méthylation ADN chez Arabidopsis thaliana et impact sur la transcription

290 Pages·2017·22.7 MB·English

by  Mélanie Rigal

UNIVERSITE CLERMONT-FERRAND II – UNIVERSITE BLAISE PASCAL
N° D.U. 2496
ECOLE DOCTORALE DES SCIENCES DE LA VIE, SANTE, AGRONOMIE,
ENVIRONNEMENT
N° d’Ordre 641

THESE
Présentée pour obtenir le grade de
DOCTEUR D’UNIVERSITE
(spécialité Génétique et physiologie moléculaires)
Etude de la stabilité de la méthylation ADN
chez Arabidopsis thaliana et impact sur la
transcription
Présentée par
Mélanie RIGAL
Soutenue le 10 Octobre 2014

Directeur de thèse : Olivier MATHIEU
MEMBRES DU JURY :
Examinateur : Nicolas BOUCHE (Chargé de recherche, INRA, Versailles)
Rapporteur : Jean-Marc DERAGON (Professeur, Université de Perpignan Via Domitia,
Perpignan)
Examinateur : Maria GALLEGO (Professeur, Université Blaise Pascal, Clermont-Ferrand)
Rapporteur : Thierry LAGRANGE (Directeur de recherche CNRS, Perpignan)
Examinateur : Marie MIROUZE (Chercheur IRD, Montpellier)

Résumé
La maintenance de la méthylation ADN sur les sites CG joue un rôle crucial dans le silencing
des éléments transposables (TE) et l’expression correcte des gènes. Chez Arabidopsis
thaliana, on observe, dans le mutant met1-3 déficient en méthylation CG, une apparition
ectopique de méthylation CHG sur de nombreux gènes, ainsi qu’une relocalisation de la
diméthylation de la lysine 9 de l’histone H3 (H3K9me2) de l’hétérochromatine vers
l’euchromatine. Nous avons démontré que ceci est lié à un défaut de transcription au niveau
du grand intron du gène codant la déméthylase H3K9me2 IBM1. Nous avons également
constaté que dans les épihybrides F1 issus du croisement de plantes met1-3 avec une plante
sauvage la méthylation CHG présente dans l’intron de l’allèle IBM1 hérité du parent mutant
était perdue. Afin de définir si la perte de méthylation affecte également d’autres loci
génomiques, et plus globalement à l’échelle du génome entier l’impact de la rencontre de
deux épigénomes différents, nous avons analysé les profils de méthylation, de siRNAs et de
transcription des épihybrides F1. Nos données révèlent que l’union de deux méthylomes
distincts au sein d’un même génome provoque une restructuration considérable des profils
épigénétiques et transcriptionnels. La méthylation CHG apparaissant sur de nombreux gènes
dans met1 tend à persister, créant ainsi de nouveaux épiallèles pouvant être hérités. Du côté
des TE, nombre d’entre eux sont déméthylés et réactivés, tandis que d’autres sont
immédiatement reméthylés et resilencés. Ainsi, ces résultats contribuent à la compréhension
de la stabilité de la méthylation ADN et de son rôle dans le contrôle différentiel des gènes et
des TE.

Abstract
Study of DNA methylation stability in Arabidopsis thaliana and impact on transcription
Maintenance of DNA methylation at CG sites is crucial for silencing of transposable element
(TE) and proper expression of genes. In Arabidopsis thaliana, met1-3 mutant, deficient in CG
methylation, shows ectopic appearance of CHG methylation at numerous genes, as well as
relocation of H3K9me2, from heterochromatin towards euchromatin. We have shown that this
is due to a defect of the transcription of the large intron of the gene encoding the IBM1
H3K9me2 demethylase. We also found that, in the F1 epihybrids from the cross between
met1 and WT plants, CHG methylation at the intron of the met1-derived IBM1 allele is lost.
In order to define whether the loss of methylation at IBM1 also affects other genomic loci,
and the impact of the union of two different epigenomes on methylation and transcription
genome-wide, we analyzed the methylation, siRNA and transcription patterns of F1
epihybrids. Our data reveal that the union of two distinct methylomes within the same
genome triggers considerable restructuring of epigenetic and transcriptional patterns. CHG
methylation appearing in the mutant parent tends to persist in F1, creating new epialleles that
can be inherited. On the TE side, lots of them are demethylated and reactivated while others
are immediately remethylated and resilenced. Thus, our results provide new insights to the
understanding of DNA methylation stability and its role in the differential control of genes
and TEs.

Mots-clés : Arabidopsis, épigénétique, méthylation ADN, MET1, hybrides, IBM1, histone,
H3K9me2, transcription, siRNA.
Keywords : Arabidopsis, epigenetic, DNA methylation, MET1, hybrids, IBM1, histone,
H3K9me2, transcription, siRNA.

Remerciements :
Je tiens avant tout à remercier Olivier Mathieu de m’avoir permise de réaliser ces
quatre années dans son laboratoire. Je n’aurai pu imaginer meilleur directeur de thèse, à la
fois patient et exigent, obstiné et minutieux, et toujours accessible, formant le petit Padawan
aux techniques, à l’interprétation des données obtenues, m’incitant à me remettre un peu en
question, mais pas TOUT le temps.

Je remercierai aussi mes compagnes et compagnons de labeur,

Zoltan, auprès de qui j’ai commencé cette thèse, dont j’ai pu apprécié le tempérament
hongrois, les paroles réconfortantes visant à calmer mes angoisses…

Yoko, my Japanese sister, with whom I had a lot of great time, in the lab and outside,
keeping me company late in the evening and the week-ends…

Ma pretty woman, Leticia, plus angoissée encore que moi, mais toujours à l’écoute et
avec un cœur immense dans une taille de guêpe.

Angeles, dont l’arrivée a valu une belle escapade en girl trio à Lyon et dont j’ai pu
apprécié le tempérament zen et de feu en même temps, locura español…

Les garçons aussi, Steve, Anthony, en mode iPad à fond, l’arrivée des
« Montpelliérains », Maxime puis Pierre, et Sébastien, qui ont chacun fait ou font leur petit
bonhomme de chemin dans l’équipe…

Un énorme remerciement d’ailleurs à Pierre pour le choix d’un concert merveilleux,
une affiche de thèse Indiana Jonesque, d’une gentillesse et intelligence scientifique rare…

Un Grand Merci tout particulier à Romain aussi, dont la venue a bien facilité nos
analyses bioinformatiques, mais a bien égayé également le quotidien.

Merci aux 2 Pélissier, Mr Péloch, qui m’a donné moulte conseils techniques en
tentant de garder patience quand j’ouvrais des yeux ronds et lui demandais de répéter pour la
4ème fois…

Un Immense merci aussi à Anne-Sophie, gestionnaire mais pas seulement, toujours à
l’écoute, hyper efficace et adorable, à qui je ne peux que souhaiter d’atteindre une vie
professionnelle stable et épanouissante.

Je remercie bien sûr aussi tous les autres membres du laboratoire que j’ai pu croiser
durant ces quatre années de thèse, les étudiants comme les chercheurs des trois équipes du
couloir.

Je remercierai aussi très sincèrement Detlef Weigel et Claude Becker pour notre
collaboration, m’avoir accueilli dans le laboratoire, formé au séquençage ARN puis avoir
contribué à l’analyse des données et à la rédaction du manuscrit.

Je dédierai ce manuscrit à Ma Famille, mes parents, mes frère et sœur et tous les
autres, ayant subi mes absences chroniques, mon obsession pour le labo, mes angoisses et ma
presque volatilisation durant ces quatre années… et Un Immense

Merci à mes petits choux, neveu et nièce, ayant décidé d’arriver pendant cette période
et m’ayant ainsi offert des instants de bonheur, de rigolade et de maternage salvateurs.

Je remercierai aussi mes amies qui m’ont, je crois, pardonné mon absence et mon
obsession, durant ces années, et qui m’ont suivi jusqu’à aujourd’hui…

En tout dernier point, je souhaite remercier les membres du jury d’avoir accepté
notre invitation, lu le manuscrit dense et fastidieux durant les beaux jours d’été, et offert à ma
soutenance des remarques qui nous ont particulièrement été utiles notamment pour la suite
des analyses de séquençage et de la rédaction de l’article.

Merci à Vous …

TABLE DES MATIERES
I. INTRODUCTION...........................................................................................2

I.A. Voies épigénétiques chez Arabidopsis thaliana.................................................2

I.A.1. L’épigénétique.....................................................................................................................................2

I.A.2. Composition du génome d’Arabidopsis thaliana....................................................................4

I.A.3. La transcription chez Arabidopsis thaliana...............................................................................6

I.A.4. Répression des éléments transposables.......................................................................................8

I.A.5. Régulation épigénétique des gènes.............................................................................................24

I.A.4.a. La méthylation ADN...............................................................................................................24

I.A.4.b. La déméthylation ADN..........................................................................................................30

I.A.4.c. Les marques histones et variants d’histones....................................................................36

I.A.4.a.1. L’acétylation et la déacétylation des histones........................................................36

I.A.4.a.2. L’ubiquitination et déubiquitination des histones.................................................38

I.A.4.a.3. La méthylation/déméthylation des histones............................................................40

I.A.4.a.4. Les variants d’histones...................................................................................................48

I.A.4.b. La voie RNA-directed DNA methylation (RdDM)......................................................50

I.A.4.c. Rôle de la méthylation CG sur les gènes..........................................................................52

I.B. Stabilité de la méthylation ADN au cours des générations............................56

I.B.1. Les épiallèles naturels.....................................................................................................................56

I.B.2. Variabilité épigénétiques naturelle..............................................................................................60

I.B.2.a. Profils épigénétiques des populations naturelles............................................................60

I.B.2.b Impact de la formation d’hybrides sur les profils épigénétiques...............................64

I.B.3. Epiallèles induits dans des mutants hypométhylés................................................................68

I.B.4. Rétrocroisement de mutants hypométhylés.............................................................................70

I.B.5. Analyse de lignées épigénétiques recombinantes..................................................................72

I.C. Objectifs de la thèse..........................................................................................76

II. CHAPITRE 1 : ETUDE DE LA REGULATION DU GENE IBM1
DANS LE MUTANT MET1.............................................................................78

II.A. Introduction.....................................................................................................80

II.B. Article « Rigal et al., 2012 »............................................................................82

III. CHAPITRE 2 : CONSEQUENCES IMMEDIATES DE LA
RENCONTRE DE PLANTES AUX GENOMES IDENTIQUES MAIS
AUX EPIGENOMES DISTINCTS – DYNAMIQUE DE LA
METHYLATION ADN ET DE LA TRANSCRIPTION DANS LES
EPIYBRIDES F1.............................................................................................132

III.A. Introduction..................................................................................................134

III.B. Article « Rigal et al., 2015 ».........................................................................138

IV. DISCUSSION GENERALE....................................................................234

RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES......................................................248
INTRODUCTION

T
G A
C
ADN
2 nm
H2B H2A H1 Nucléosome
H4 H3
H2B H2A H1
H4 H3
fibre de 30 nm
1400 nm
Chromosome
fibre de 300 nm fibre de 700 nm

Figure I-1 : Représentation schématique de la structure de la chromatine.
La molécule d’ADN d’un diamètre de 2 nm est enroulée tout d’abord sur les octamères
d’histones comportant deux dimères H2A-H2B et deux dimères H3-H4. Ceci forme le
nucléosome. De plus, cette structure est stabilisée par la liaison de l’histone H1 à l’ADN
internucléosomal, permettant le repliement du nucléofilament en fibre de 30 nm, elle-même
compactée en boucles de 300 nm d’envergure. Ces boucles sont organisées en super-hélices
formant ainsi la structure en chromosome de 1400 nm.

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